en
Назад
DOI: 10.17586/1023-5086-2020-87-11-41-52
УДК: 535.339.047
Влияние облучения в видимом и ближнем инфракрасном диапазонах спектра на двигательную активность инфузорий
Полный текст «Оптического журнала»
Полный текст на elibrary.ru
Публикация в Journal of Optical Technology
Петрищев Н.Н., Чистякова Л.В., Струй А.В., Файзуллина Д.Р., Папаян Г.В. Влияние облучения в видимом и ближнем инфракрасном диапазонах спектра на двигательную активность инфузорий // Оптический журнал. 2020. Т. 87. № 11. С. 41–52. http://doi.org/10.17586/1023-5086-2020-87-11-41-52
N. N. Petrishchev, L. V. Chistyakova, A. V. Struĭ, D. R. Faĭzullina, and G. V. Papayan, "How irradiation in the visible and near-IR regions affects the mobility of ciliates," Journal of Optical Technology. 87(11), 665-672 (2020). https://doi.org/10.1364/JOT.87.000665
Исследования действия низкоинтенсивного света на биологические объекты проводились путем оценки изменения подвижности инфузорий Paramecium caudatum Erhenberg, 1838. На установке, позволяющей измерять движение парамеций после облучения лазерными диодами (длины волн излучений 445, 662, 808 нм) и светодиодом (518 нм), сразу же после окончания облучения наблюдались изменения скорости, имеющие четко выраженную колебательную составляющую, которая, предположительно, объясняется действием механизмов саморегуляции. На следующие сутки после воздействия излучения с плотностью энергии 1 Дж/см2 в сине-зеленой области скорость движения инфузорий по сравнению с контрольным опытом (без облучения) возрастает примерно в 1,3 раза. По мере увеличения плотности энергии облучения подвижность постепенно снижается, падая при 15 Дж/см2 в 1,26 раза (445 нм) и в 1,19 раз (518 нм). Аналогичное влияние оказывает излучение с длиной волны 662 нм с той разницей, что стимулирующий эффект проявляет себя заметно сильнее (в 1,64 раза при 1 Дж/см2), с сохранением эффекта подавления — при 15 Дж/см2, в 1,23 раза. Что касается ближней инфракрасной области (808 нм), то эффект стимуляции присутствует при всех дозах, демонстрируя наибольший прирост в 1,68 раза при плотности энергии 15 Дж/см2.
фотобиомодуляция, низкоинтенсивная лазерная терапия, инфузории
Коды OCIS: 170.4470, 170.5180, 340.7460
Список источников:1. Mester E., Szende B., Gärtner P. Die Wirkung der Lasstrahlen auf den Haarwuchs der Maus (The effect of laser beams on the growth of hair in mice) // Radiobiol Radiother (Berl). 1968. Bd. 9. № 5. S. 621–626.
2. Инюшин В.М. Лазерный свет и живой организм. Алма-ата: Каз. гос. ун-т им. С.М. Кирова, 1970. 46 с.
3. Гамалея Н.Ф. Лазеры в эксперименте и клинике. М.: Медицина, 1972. 232 с.
4. Гейниц А.В., Москвин С.В. Лазерная терапия в косметологии и дерматологии. М.–Тверь: изд. «Триада», 2010. 400 с.
5. Применение низкоинтенсивных лазеров в клинической практике / под ред. Скобелкина О.К. М.: Лазерная академия наук, 1997. 302 с.
6. Laser therapies: Types, uses and safety / ed. by Rai V. NY: Nova Science Pub., 2020. 292 p.
7. Hamblin M.R., Demidova T.N. Mechanisms of low level light therapy // Proc. SPIE. 2006. V. 6140. P. 614001-1–12.
8. Hamblin M.R., Huang Y.Y. Heiskanen V. Non-mammalian hosts and photobiomodulation: Do all life-forms respond to light? // Photochem. Photobiol. Sci. 2018. V. 95. № 2. Р. 126–139.
9. Sutherland J.C. Biological effects of polychromatic light // Photochem. Photobiol. Sci. 2002. V. 76. Р. 164–170.
10. Amaroli A., Ferrando S., Benedicenti S. Photobiomodulation affects key cellular pathways of all life-forms: Considerations on old and new laser light targets and the calcium issue // Photochem. Photobiol. Sci. 2019. V. 95. № 1. Р. 455–459.
11. Katagiri W., Lee G., Tanushi H.A., Tsukad K., et al. High-throughput single-cell live imaging of photobiomodulation with multispectral near-infrared lasers in cultured T cells // J. Biomed. Opt. 2020. V. 25. № 3. P. 036003-1–18.
12. Chung B., Dai T., Sharma S.K., Huang Y.Y., Carroll J.D., Hamblin M.R. The nuts and bolts of low-level laser (light) therapy // Ann. Biomed. Eng. 2011. № 2. P. 516–533.
13. Cronshaw M., Parker S., Arany P. Feeling the heat: Evolutionary and microbial basis for the analgesic mechanisms of photobiomodulation therapy // Photobiomodul. Photomed. Laser Surg. 2019. V. 37. № 9. P. 517–526.
14. Кару Т.Й. Универсальный клеточный механизм лазерной биостимуляции: фотоактивация фермента дыхательной цепи цитохром-с-оксидазы // Современные лазерно-информационные и лазерные технологии. Сб. тр. ИПЛИТ РАН / под. ред. Панченко В.Я., Голубева В.С. М.: Итерконтакт Наука, 2005. С. 131–143.
15. Karu T.I. Cellular and molecular mechanisms of photobiomodulation (low-power laser therapy) // IEEE J. Selected Topics in Quantum Electron. 2014. V. 20. № 2. Р. 7000306.
16. Ball K.A., Castello P.R., Poyton R.O. Low intensity light stimulates nitrite-dependent nitric oxide synthesis but not oxygen consumption by cytochrome c oxidase: Implications for phototherapy // Photochem. Photobiol. Sci. B. 2011. V. 102. № 3. P. 182–191.
17. Chen A.C., Arany P.R., Huang Y.Y, et al. Low-level laser therapy activates NF-kB via generation of reactive oxygen species in mouse embryonic fibroblasts // PLoS One. 2011. V. 6. № 7. P. 182–191.
18. Chen A.C., Huang Y.Y., Arany P.R., et al. Role of reactive oxygen species in low level light therapy // Proc. SPIE. 2009. V. 7165. P. 1–11.
19. Li Y., Lee M., Kim N., et al. Spatiotemporal control of TGF-b signaling with light // ACS Synth. Biol. 2018. V. 7. № 2. P. 443–451.
20. Trotter L.A., Patel D., Dubin S., et al. Violet/blue light activates Nrf2 signaling and modulates the inflammatory response of THP-1 monocytes // Photochem. Photobiol. Sci. 2017. V. 16. № 6. P. 883–889.
21. Hamblin M.R. Mechanisms and mitochondrial redox signaling in photobiomodulation // Photochem. Photobiol. Sci. 2018. V. 94. № 2. Р. 199–212.
22. Sancar A. Structure and function of DNA photolyase and cryptochrome blue-light photoreceptors // Chem. 2003. V. 103. № 6. P. 2203–2237.
23. Haug M.F., Gesemann M., Lazović V., et al. Eumetazoan cryptochrome phylogeny and evolution // Genome Biol. Evol. 2015. V. 7. № 2. P. 601–619.
24. Serrage H., Heiskanen V., Palin W.M., et al. Under the spotlight: Mechanisms of photobiomodulation concentrating on blue and green light // Photochem. Photobiol. Sci. 2019. V. 18. № 8. P. 1877–1909.
25. Santana-Blank L., Rodríguez-Santana E., Santana-Rodríguez K. Theoretic, experimental, clinical bases of the water oscillator hypothesis in near-infrared photobiomodulation // Photomed. Laser Surg. 2010. V. 28. Suppl. 1 S41-52.
26. Москвин С.В. Основы лазерной терапии. Сер. «Эффективная лазерная терапия». Т. 1. М.–Тверь: изд. «Триада», 2016. 896 с.
27. Wang Y., Huang Y.Y., Wang Y., et al. Red (660 nm) or near-infrared (810 nm) photobiomodulation stimulates, while blue (415 nm), green (540 nm) light inhibits proliferation in human adipose-derived stem cells // Sci. Rep. 2017. V. 7. № 1. Р. 77811-1–10.
28. Петрищев Н.Н., Янтарева Л.И., Фокин С.И. Зависимость фотоэффекта инфракрасного лазерного излучения от плотности потока мощности и функционального состояния биообъекта (инфузорий Spirostomum ambiguum) // Лазерная медицина. 2005. Т. 9. № 3. С. 43–48.
29. Amaroli A., Ravera S., Parker S., et al. Effect of 808 nm diode laser on swimming behavior, food vacuole formation and endogenous ATP production of Paramecium primaurelia (Protozoa) // Photochem. Photobiol. Sci. 2015. V. 91. № 5. P. 1150–1155.
30. Петрищев Н.Н., Папаян Г.В., Чистякова Л.В. и др. Влияние фотобиомодулирущего воздействия длинами волн 663 и 808 нм на подвижность Paramecium caudatum // Журнал эволюционной биохимии и физиологии. 2018. Т. 54. № 6. С. 418–423.
31. Becker A., Klapczynski A., Kuch N., et al. Gene expression profiling reveals aryl hydrocarbon receptor as a possible target for photobiomodulation when using blue light // Sci. Rep. 2016. V. 6. P. 33847-1–11.
32. Рубин А.Б. Биофизика: в 2 т. Т. 1. М.: изд. МГУ, 2004. 440 с.
33. Papayan G.V., Petrischev N.N., Galagudza M.M. Autofluorescence spectroscopy for NADH and flavoproteins redox state monitoring in the isolated rat heart subjected to ischemia-reperfusion // Photodiagnosis Photodyn. Ther. 2014. V. 11. № 3. P. 400–408.
34. Vacca R.A., Moro L., Petragallo V.A., et al. The irradiation of hepatocytes with He-Ne laser causes an increase of cytosolic free calcium concentration and an increase of cell membrane potential, correlated with it, both increases taking place in an oscillatory manner // Biochem. Mol. Biol. 1997. V. 43. № 5. Р. 1005–1014.
35. Alexandratou E., Yova D., Handris P., et al. Human fibroblast alterations induced by low power laser irradiation at the single cell level using confocal microscopy // Photochem. Photobiol. Sci. 2002. V. 1. № 8. Р. 547–552.
36. Владимиров Ю.А., Жидкова Т.В., Проскурнина Е.В. и др. Исследование биостимулирующего действия светодиодов и низкоинтенсивных лазеров на организм человека и животных методом активированной хемилюминесценции лейкоцитов крови // Фотобиология и фотомедицина. 2012. Т. 9. № 1. С. 42–48.
37. Passarella S., Karu T. Absorption of monochromatic and narrow band radiation in the visible and near IR by both mitochondrial and non-mitochondrial photoacceptors results in photobiomodulation // Photochem. Photobiol. Sci. B: Biology. 2014. V. 140. P. 344–358.
38. Shinozawa T., Hashimoto H., Fujita J., et al. Participation of GTP-binding protein in the photo-transduction of Paramecium bursaria // Cell Struct. Funct. 1996. V. 21. № 6. P. 469–474.
39. Донцов А.Е., Сережникова Н.Б., Погодина Л.С. и др. Фотоактивация цитохром с-оксидазной активности митохондрий печени японского перепела терапевтическими дозами синего и красного светодиодного облучения // Патологическая физиология и экспериментальная терапия. 2018. Т. 62. № 3. С. 25–30.